Bệnh Học – Trang 7

Đốm đen trên tôm nuôi

Bệnh Học, Tôm Thẻ 05/02/202005/02/2020

Cơ chế hình thành và biện pháp phòng bệnh đốm đen trên tôm nuôi.

Sự phát triển của ngành thủy sản nói chung và nghề nuôi tôm nói riêng đang gặp rất nhiều khó khăn. Từ vấn đề giá cả sục giảm, dịch bệnh hoành hành đến thời tiết thay đổi thất thường đều làm người nuôi “ăn không ngon, ngủ không yên”. Trong đó tình hình tôm gần hoặc đang trong giai đoạn thu hoạch bị đốm đen nhiều trên vỏ đang gây hại rất lớn đến giá trị của tôm bán ra thị trường. Làm mất một nguồn lợi nhuận rất đáng kể cho người nuôi.

Đốm đen thường xuất hiện trên tôm từ 60 ngày tuổi đến khi thu hoạch, tập trung nhiều vào giai đoạn 25-45 ngày tuổi. Đặc biệt là khi thời tiết thay đổi thất thường, lúc vừa mới mưa, nước ao loãng ra làm độ mặn giảm thấp. Thời điểm đó, độ kiềm trong ao cũng bị giảm và kéo dài, lượng oxy không đạt được ngưỡng tối ưu cho sự phát triển của tôm, hàm lượng khí độc cao sau một thời gian hình thành nhất là NO₂ khi mà chúng không có đủ cơ chế để chuyển hóa thành NO3 ít độc hơn.

Đàn tôm nuôi còn bị kích thích lột xác “bất đắc dĩ”, tuy nhiên vì đột ngột và mới mưa xuống nên sẽ không đủ khoáng chất cung cấp cho quá trình lột xác làm tôm rất yếu và dễ nhiễm một số mầm bệnh khác.

Vi khuẩn chính là “kẻ” thừa cơ hội tấn công nhiều nhất trong ao. Khi tôm yếu do lột xác không đủ khoáng chất, vi khuẩn trong nước ao cũng như là vi khuẩn bám trên vỏ tôm sẽ bắt đầu tập trung tấn công. Khi đó, cơ chế miễn dịch của tôm hoạt động bằng cách tiết enzyme prophenoloxidase sau này chuyển hóa thành dạng đốm đen melanin tiêu diệt vi khuẩn tạo đốm đen trên vỏ.

Tỷ lệ tôm chết có thể lên đến 95% trong vòng 15-30 ngày sau khi phát hiện.

Mặc dù đốm đen là do tôm tự tạo ra để hạn chế sự gây hại của vi khuẩn, về mặt sinh học là hoàn toàn có lợi cho tôm. Vì sau một thời gian, thì đốm đen trên vỏ sau nhiều lần lột xác cũng sẽ tự biến mất. Tuy nhiên, nếu tôm có thể khỏe mạnh trở lại thì mới có khả năng lột xác tiếp để đốm đen biến mất. Mà đa số thì những hoạt động chống lại của tôm không đủ để tiêu diệt tất cả vi khuẩn. Bệnh do vi khuẩn thì ngày càng nặng, tỉ lệ chết càng nhiều mà đốm đen cũng vẫn còn hiện diện nhiều trên vỏ. Nếu xét về mặc kinh tế thì tôm tự tạo đốm đen sẽ làm giá tôm sẽ giảm thấp, mất giá trị thương phẩm.

Nếu không có biện pháp chữa trị kịp thời, mà mức độ ô nhiễm trong ao nặng và hàm lượng vi khuẩn cao gấp nhiều lần, thì tỷ lệ chết có thể lên đến 95% trong vòng 15-30 ngày sau khi phát hiện.

Ngoài đốm đen trên vỏ thì đàn tôm nuôi cũng có nhiều biểu hiện bất thường như mòn đuôi, cụt râu, đứt phụ bộ, đuôi có thể bị phồng nhưng các dấu hiệu tổn thương khác vẫn chưa rõ ràng. Một thời gian sau, đốm đen đã xuất hiện nhiều thì tôm bắt đầu bỏ ăn, tăng trưởng giảm chậm, chết rải rác và khi lột xác bị dính vỏ, dính chân, không lột được hoàn toàn. Khi nặng hơn, gan tụy tôm bắt đầu nhợt nhạt, ăn yếu, ruột rỗng, chết gần như hầu hết đàn tôm nuôi.

Biện pháp tốt nhất là làm tốt các biện pháp phòng bệnh: cải thiện chất lượng nước, hạ tầng kĩ thuật, nâng cao sức khỏe của tôm bằng cách bổ sung chế phẩm sinh học, men tiêu hóa, vitamin C chống sốc vào trong thức ăn và diệt khuẩn khử trùng ao nuôi thường xuyên…

Với tình hình dịch bệnh Corona đang đe dọa sức khỏe con người thì ngành thủy sản cũng chịu chung hệ lụy của dịch bệnh. Khi mà các cửa khẩu giao thương với Trung Quốc đóng cửa thì tôm nuôi trong nội địa bị sụt giá vì không xuất khẩu được. Do vậy, người nuôi cần quản lý chặt chẽ ao nuôi của mình, khi có bất thường cần phải xử lý ngay để tránh thiệt hại nặng nề hơn. Và nếu tôm đạt kích cỡ thương phẩm thì phải bán ngay, không nên kéo dài.

Hà Tử

Nguồn :https://tepbac.com/

Cách Quan Sát Gan Tôm Để Phát Hiện Sớm Bệnh EMS

Bệnh Học 03/02/2020

Nguồn : https://vitela.org/

Phát triển công nghệ chẩn đoán bệnh đốm trắng và IHHNV trên tôm

Bệnh Học 25/01/2020

Công ty CSIRO, tại Australia vừa phát triển công nghệ mới chẩn đoán bệnh chính xác, giúp người nuôi tôm có thể tăng doanh thu tới 67.000 USD/ha.

Công nghệ Shrimp MultiPath được phát triển để phục vụ cho ngành tôm nuôi tại Australia khi liên tục phải đối mặt với tổn thất từ dịch bệnh hơn suốt 3 năm qua. Shrimp MultiPath có thể phát hiện chính xác 13 loại bệnh trên tôm, trong đó có cả dịch đốm trắng từng khiến ngành tôm Australia bị thiệt hại nặng nề vào năm 2016 và bệnh hoại tử gan tụy (IHHNV).

Theo CSIRO, Shrimp MultiPath đã được sử dụng thí điểm tại một số trại nuôi tôm như một công cụ quản lý dịch bệnh IHHNV. Kết quả cho thấy, Shrimp MultiPath giúp trại nuôi tăng sản lượng 3.7 tấn/ha, năng suất nuôi tôm toàn vùn tăng thêm 50%. TS Larry Marshall, Giám đốc Công ty CSIRO chia sẻ, Genics – đơn vị chịu trách nhiệm kinh doanh cho CSIRO đã đưa ra kết quả mang tính đột phá của Cơ quan Khoa học Quốc gia Australia vào ứng dụng thực tiễn trên thị trường.

Các xét nghiệm nhanh của Genics giúp người nuôi tôm đưa ra quyết định quản lý trang trại nuôi tốt hơn, giảm thiểu tổn thất do tôm chết, bệnh; tăng sản lượng và giảm phụ thuộc vào nguồn tôm nhập khẩu. Từ đó mang lại các sản phẩm tôm nuôi chất lượng cao tại nội địa tới người tiêu dùng.

Shrimp MultiPhath phát hiện được bệnh đốm trăng và nhiều mầm bệnh nước ngoài chưa từng xuất hiện tại Australia. Công nghệ này cũng được các cơ quan an toàn sinh học sử dụng như một hệ thống phát hiện sớm nhằm ngăn chặn lây lan dịch bệnh có thể gây tổn hại cho ngành tôm trong tương lai.

V.N

Nguồn : http://nguoinuoitom.vn/

Phương pháp PCR đặc trưng cho các chủng AHPND Vp

Bệnh Học 22/01/2020

Tiến bộ trong việc phát triển các chiến lược theo dõi quản lý đối với bệnh tôm lớn

Bệnh hoại tử gan cấp tính (AHPND), còn được gọi là hội chứng tử vong sớm (EMS), đã ảnh hưởng nghiêm trọng đến tôm nuôi ở một số quốc gia. Kết quả của nghiên cứu này sẽ hỗ trợ trong việc phát triển các chiến lược giám sát quản lý để hạn chế sự lây lan của bệnh và giảm tác động của nó đối với các trang trại nuôi tôm thương mại.

Nghiên cứu này đã phân tích trình tự plasmid từ toàn bộ trình tự bộ gen của AHPND V. parahaemolyticus ( Vp ) – một bệnh tôm nghiêm trọng – phân tách và xác định một biến thể địa lý rõ ràng trong phân tử plasmid và phát triển các phương pháp PCR để mô tả AHPND V.p phân tách được như là dạng Mexico hoặc Đông Nam Á. Việc tìm kiếm một biến thể trình tự địa lý trong plasmid độc lực AHPND có thể được sử dụng như một dấu hiệu để theo dõi sự lây lan của bệnh này.

Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã phân tích các biến chuỗi trong độc lực lớn plasmid mang pirA- và pirB- như gen độc tố, trong số Vibrio parahaemolyticus chủng gây bệnh cấp tính hoại tử hepatopancreatic (AHPND). Chúng tôi đã tìm thấy một vùng biến (4.243-bp) tương ứng với các vị trí địa lý thu thập của các phân lập AHPND. Sau đó, chúng tôi đã phát triển và áp dụng một xét nghiệm PCR song công có thể phục vụ chẩn đoán AHPND và hơn nữa, để phân biệt giữa các chủng AHPND gây bệnh được thu thập từ các khu vực địa lý khác nhau.

Sự biến đổi trình tự của plasmid độc lực AHPND

Chúng tôi đã so sánh sự thay đổi trình tự trong plasmid độc lực (pVPA3-1) trong số chín chủng địa lý (toàn bộ trình tự bộ gen GenBank số được liệt kê trong Bảng 1). Các trình tự plasmid độc lực này đã được xác định và tập hợp từ toàn bộ trình tự bộ gen (WGS) của AHPND- V. parahaemolyticus bằng các phân tích vụ nổ. Ở Mexico, các chủng AHPND- V. parahaemolyticus (M0605 và FIM-S1708 +), transposeon giống Tn3 là một mảnh 4243 bp được chèn vào ORF4 của pVPA3-1. Tuy nhiên, đoạn này không được tìm thấy trong 7 chủng AHPND được thu thập từ Đông Nam Á bao gồm Việt Nam, Trung Quốc và Thái Lan.

Gen transposon -Tn3 ở AHPND phân lập Mexico

Để xác định xem transposon -Tn3 chỉ được tìm thấy trong các chủng AHPND- V. parahaemolyticus được thu thập ở Mexico, chúng tôi đã chọn một cặp mồi PCR MX-345F (5′-TACCAGCTCTAACAAGGCCA) và MX-345R (5′-AACRAG khuếch đại DNA từ các phân lập AHPND trong các bộ sưu tập của chúng tôi (Bảng 1). Đoạn mồi phía trước nằm ở thượng nguồn của transposon – Tn3 và đoạn mồi ngược nằm trong transposon – Tn3 (Hình 1). Sự khuếch đại được thực hiện với các tham số sau: biến tính khởi đầu ở 94 o C trong 3 phút, sau đó là 35 chu kỳ 94 o C trong 30 giây, 60 o C trong 30 giây và 72 o C trong 30 giây và mở rộng cuối cùng ở 72 oC trong 7 phút. Chúng tôi đã áp dụng phương pháp PCR này ở 29 mẫu nuôi cấy AHPND- V. parahaemolyticus thuần chủng và kết quả cho thấy tất cả 12 chủng phân lập ở Mexico đều dương tính với sự hiện diện của transposon – Tn3 và không cái nào trong số 13 chủng AHPND Việt Nam dương tính với Tn3-transposon

Hình 1. Biểu đồ của một transposon -Tn3 trong bệnh hoại tử gan cấp tính (AHPND) plasmid độc lực. Các con số ở hai đầu chỉ ra vị trí nucleotide trong contig044 của chủng M0605 ở Mexico và plasmid pVPA3-1 chứa trong chủng Việt Nam 13-028 / A3.

PCR loại AHPND châu Á

Một cặp mồi PCR khác Asia-482F (5′-TGAACCGTTCCTCATGCTCT) và Asia-482R (5′-TCAAAGCAGCCCAGACAAAC) được chọn bên ngoài transposon -Tn3, trong ORF4 của pVPA3 kích thước khuếch đại dự kiến là 482-bp đối với các chủng phân lập từ Đông Nam Á (Hình 1). Kết quả cho thấy tất cả 13 mẫu nuôi cấy AHPND thuần chủng từ Việt Nam đều dương tính và không có 13 mẫu phân lập Mexico nào dương tính. Những mồi này cũng có thể ủ cho các phân lập Mexico, nhưng kích thước của các bộ khuếch đại sẽ là 4732-bp, các sản phẩm PCR không được phát hiện với hồ sơ chu kỳ PCR được sử dụng.

PCR kép để chẩn đoán và loại AHPND

Để phát hiện đồng thời AHPND và loại plasmid, 2 cặp mồi – MX-345F / R (hoặc Châu Á-382F / R) và VpPirA-284F (5′-TGACTATTCTCACGATTGGACTG) / VpPirA-284R (5’C) một ống đơn trong quá trình PCR. Sự khuếch đại đã được thực hiện với hồ sơ xoay vòng được mô tả ở trên. Tất cả các thử nghiệm nuôi cấy vi khuẩn cho thấy các dải ở 284-bp cho thấy sự hiện diện của gen độc tố, như mong đợi. Nuôi cấy vi khuẩn phân lập từ Mexico cũng cho thấy một dải ở 345-bp, cho thấy sự hiện diện của transposon -Tn3. Ngược lại, các phân lập AHPND của Việt Nam cho thấy một dải ở 482-bp, cho thấy sự vắng mặt của transposon -Tn3 (Hình 2).

Hình 2. Phát hiện PCR kép và các chủng hoại tử gan tụy cấp tính (AHPND) của các chủng V. parahaemolyticus trong các mẫu được thu thập ở Mexico và Việt Nam trong giai đoạn 2012 đến 2015. Nuôi cấy vi khuẩn thuần chủng được phân lập từ tôm bị nhiễm bệnh ở Mexico (A) và Việt Nam (B) ); DNA chiết xuất từ mô gan tụy của tôm bị nhiễm bệnh được thu thập ở Mỹ Latinh (C) và Việt Nam (D).

Để kiểm tra điều này, chúng tôi đã áp dụng phương pháp song công cho 15 mẫu DNA được chiết xuất từ các mô gan tụy của tôm bị ảnh hưởng AHPND. Mười một con tôm được thu thập từ các trang trại ở các nước Mỹ Latinh và bốn con được thu thập từ các trang trại ở Việt Nam. Đối với các mẫu của Mỹ Latinh, PCR hai mặt cho thấy các dải ở 345-bp và 284-bp (Hình 2), cho thấy những con tôm này đã bị nhiễm vi khuẩn gây bệnh AHPND, như được hiển thị bởi dải 284 bp, và những vi khuẩn này có chứa Tn3 – transposeon. Đối với 4 mẫu được thu thập từ Việt Nam, PCR song công cho kết quả là các dải 482-bp và 284-bp (Hình 2), cho thấy nhiễm vi khuẩn AHPND không có transposon -Tn3. Do đó, phương pháp song công được mô tả ở đây rất hữu ích trong chẩn đoán và đánh máy vi khuẩn AHPND của tôm bị nhiễm bệnh thu thập từ ao.

So sánh độc lực giữa phân lập Mexico và Việt Nam

Mặc dù nó được tìm thấy trên plasmid độc lực của V . parahaemolyticus, transposon -T3 dường như không liên quan đến mức độ độc lực. Chúng tôi đã làm nhiễm khuẩn tôm thẻ chân trắng với cả các chủng phân lập ở Mexico (13-511 / A1) và Việt Nam (13-028 / A3) trong các xét nghiệm sinh học. Bể cá (3-L) chứa đầy nước biển nhân tạo ở độ mặn 25 ppt và nhiệt độ nước được duy trì ở 28 ° C. Sau đó, tôm thẻ chân trắng không chứa mầm bệnh (SPF) (trọng lượng trung bình: 1g) được thả trong bể và được cho ăn bằng V. parahaemolyticus 13-028 / A3 và 13-511 / A1, trộn với thức ăn của tôm. Vi khuẩn được tăng lên 1 × 10 9CFU / mL và trộn với thức ăn cho tôm theo tỷ lệ 1: 1. Tỷ lệ tử vong tích lũy 100 phần trăm đã được nhìn thấy ở cả hai chủng phân lập vào ngày thứ 3 (Hình 3).

Hình 3. So sánh độc lực. Tôm ( P. vannamei ) bị nhiễm phân lập AHPND Mexico (13-511 / A1) và phân lập AHPND Việt Nam (13-028 / A3) trong các xét nghiệm sinh học. Tất cả tôm đã trở nên hấp hối hoặc chết trong vòng 3 ngày và không có sự khác biệt đáng kể về độc lực AHPND giữa các chủng phân lập ở Mexico và châu Á.

Mặc dù chức năng của biến thể di truyền giữa các chủng địa lý của V . parahaemolyticus vẫn chưa được biết, sự biến đổi trình tự như sự hiện diện hay vắng mặt của một transposon có thể đóng vai trò là các dấu hiệu hữu ích để phát hiện nguồn gốc của các vụ dịch mới. Có sự khác biệt lớn là sự hiện diện của một transposon -Tn3 ở Mexico và các khu vực châu Mỹ Latinh không có ở các phân lập châu Á. Nó cho thấy rằng các phân lập Mexico và Mỹ Latinh có chung nguồn gốc. Ngoài ra, điều này sẽ hỗ trợ trong việc phát triển các chiến lược giám sát quản lý để hạn chế sự lây lan của bệnh và giảm tác động của nó đối với các trang trại nuôi tôm thương mại.

Streptomyces parvulus và Bacillus subtilis: Nguồn vi khuẩn trong ương tôm

Bệnh Học 19/01/2020

Nghiên cứu cho thấy vi khuẩn Bacillus subtilis và Streptomyces parvulus là 2 loài vi khuẩn tiềm năng nên được đưa vào ương nuôi tôm để kích thích tăng trưởng, tăng cường miễn dịch và nâng cao tỉ lệ sống của tôm.

Thủy sản là ngành sản xuất thực phẩm có tốc độ phát triển nhanh nhất trên thế giới với các đối tượng nuôi mang lại hiệu quả kinh tế, trong đó có tôm thẻ chân trắng. Tốc độ phát triển ngành nuôi tôm công nghiệp đã dẫn đến tình trạng ô nhiễm môi trường và dịch bệnh. Để giải quyết vấn đề này, các chất hóa học và kháng sinh đã được thường xuyên sử dụng trong hoạt động nuôi tôm dẫn đến kháng thuốc và tồn dư kháng sinh tôm thu hoạch ảnh hưởng đến an toàn thực phẩm và xuất khẩu.

Hiện nay, vi sinh vật hữu ích được sử dụng phổ biến là một giải pháp tích cực, có nhiều triển vọng để quản lý vi sinh vật trong ao nuôi, hạn chế sử dụng thuốc kháng sinh và giảm lượng chất thải hữu cơ thải ra môi trường góp phần phát triển nghề nuôi thủy sản bền vững. Tuy nhiên, hiện nay vẫn chưa có nhiều nghiên cứu về sự tồn tại cũng như hiệu quả của dòng Streptomyces và Bacillus đến sự kháng Vibrio gây bênh cho tôm nuôi. Vì vậy, đề tài: “So sánh khả ̣ năng cải thiện chất lượng nước và ức chế Vibrio của xạ khuẩn Streptomyces và vi khuẩn Bacillus chon lọc trong hê ̣thống nuôi tôm thẻ chân trắng (L. vannamei)” được thực hiện với mục đích cải thiện chất lượng nước, tăng cường năng suất và tỷ lệ sống của tôm thẻ chân trắng.

Bố trí thí nghiệm

Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần và được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên.

– Nghiệm thức 1 (Đối chứng: ĐC): Không bổ sung vi khuẩn

– Nghiệm thức 2 (NT2): Bổ sung vi khuẩn B. subtilis

– Nghiệm thức 3 (NT3): Bổ sung xạ khuẩn S. parvulus

– Nghiệm thức 4 (NT4): Hỗn hợp B. subtilis và S. parvulus (HH) ( tỷ lệ 1:1).

Mật độ sau khi bổ sung vào môi trường nước nuôi đạt 10⁵ CFU/mL và chu kỳ bổ sung vi khuẩn vào bể là 5 ngày/lần. Thí nghiệm được bố trí trong 12 bể composite 120 lít đã được sát trùng bằng clorine trước khi bố trí thí nghiệm. Mật độ thả tôm 0,5 con/lít. Tôm được cho ăn 4 lần/ngày bằng thức ăn công nghiệp cho tôm giai đoạn Postlarvae vào lúc 06, 11, 16 và 21 giờ, liều lượng cho ăn theo hướng dẫn của nhà sản xuất. Thời gian thí nghiệm là 60 ngày.

Kết quả

Sau 60 ngày nuôi, các thông số chất lượng nước (COD, TAN, NH₃ và NO₂) cho thấy ở các nghiệm thức bổ sung probiotic trong môi trường nuôi đã thúc đẩy phân hủy vật chất hữu cơ tốt hơn và mật độ Vibrio thấp hơn so với nghiệm thức đối chứng.

Bổ sung probiotic giúp cải thiện tỉ lệ sống và tăng trưởng tốt của tôm hơn so với đối chứng, trong đó bổ sung xạ khuẩn S. parvulus kích thích tốc độ tăng trưởng của tôm tốt nhất gồm tăng trưởng trọng lượng tuyệt đối và tăng trưởng chiều dài tuyệt đối giữa các nghiệm thức cao nhất là nghiệm thức 3 (0,118±0,011 g/ngày) và 0,152±0,011 cm/ngày, và thấp nhất ở đối chứng (0,076±0,008g/ngày) và 0,127±0,012 cm/ngày.

Tỷ lệ sống của tôm dao động trong khoảng 44.7- 64.7%, so với nghiệm thức bổ sung vi khuẩn B. subtilis, nghiệm thức bổ sung S. parvulus và nghiệm thức bổ sung hỗn hợp cho kết quả tốt hơn trong việc ức chế mật độ vi khuẩn Vibrio trong môi trường nuôi. Kết quả cho thấy bổ sung 2 loài vi khuẩn trên giúp tiến trình phân hủy vật chất hữu cơ nhanh hơn và ức chế sự phát triển Vibrio trong môi trường nuôi đồng thời làm tăng tỷ lệ sống và tăng trưởng của tôm.

Kết quả từ nghiên cứu cho thấy bổ sung 2 loài vi khuẩn trên giúp tiến trình phân hủy vật chất hữu cơ nhanh hơn và ức chế sự phát triển Vibrio trong môi trường nuôi. Do đó, kết quả từ nghiên cứu cung cấp thông tin cơ sở vào sản xuất probiotic dùng trong thủy sản.

Theo Phạm Thị Tuyết Ngân, Hồ Diễm Thơ và Trần Sương Ngọc.

NH Tổng Hợp

Nguồn : tepbac

Một số biện pháp phòng, chống dịch EHP tại các cơ sở sản xuất tôm giống

Bệnh Học 19/01/2020

Để chủ động phòng, chống hiệu quả bệnh do vi bào tử trùng (EHP) gây ra và các bệnh nguy hiểm khác trên tôm nước lợ, Cục Thú y đã ban hành văn bản 1848/TY-TS ngày 8/10/2019 hướng dẫn phòng, chống bệnh vi bào tử trùng trên tôm nuôi nước lợ.

Các loài tôm (sú, thẻ, he) ở giai đoạn giống cũng mẫn cảm với bệnh vi bào tử trùng, do đó, tại văn bản trên, Cục Thú y đã hướng dẫn một số biện pháp phòng, chống dịch bệnh vi bào tử trùng tại các cơ sở sản xuất tôm giống. Cụ thể các cơ sở sản xuất tôm giống phải thực hiện các biện pháp tổng hợp theo quy định tại Thông tư số 4/2016/TT-BNNPTNT và một số nội dung chính sau đây:

– Xây dựng và triển khai các quy trình quản lý, kỹ thuật đảm bảo an toàn sinh học để ngăn chặn tác nhân gây bệnh từ bên ngoài xâm nhập vào cơ sở và mầm bệnh từ cơ sở (nếu có) ra ngoài môi trường.

– Triển khai giám sát bệnh theo hướng dẫn tại Công văn số 431/TY-TS ngày 18/3/2019 của Cục Thú y.

– Tổ chức xây dựng cơ sở an toàn dịch bệnh theo quy định tại Thông tư số 14/2016/TT-BNNPTNT ngày 2/6/2016 của Bộ trưởng Bộ NN&PTNT.

– Đối với tôm bố mẹ: Mua tôm từ những cơ sở giống được công nhận an toàn dịch bệnh hoặc đã được xét nghiệm chứng minh âm tính với tác nhân gây bệnh vi bào tử trùng và các bệnh khác theo quy định về kiểm dịch động vật thủy sản tại Thông tư số 26/2016/TT-BNNPTNT ngày 30/6/2016 và Thông tư số 36/2018/TT-BNNPTNT ngày 25/12/2018 của Bộ trưởng Bộ NN&PTNT.

– Đối với nguồn thức ăn tươi sống cho tôm bố mẹ: Với mỗi lô thức ăn tươi sống, thu ít nhất 1 mẫu đối với mỗi loại thức ăn tại 5 vị trí để xét nghiệm nhằm đảm bảo không nhiễm vi bào tử trùng và các bệnh khác trên tôm theo quy định.

– Đối với tôm giống: Thực hiện xét nghiệm bệnh đảm bảo không bị nhiễm vi bào tử trùng trước khi xuất bán và thực hiện kiểm dịch theo quy định.

– Đối với nguồn nước nuôi: Xây dựng quy trình khử trùng nước nuôi bằng Chlorine với nồng độ 30 ppm hoặc các hóa chất/công nghệ khác tương đương, phương pháp phù hợp khác theo hướng dẫn của nhà sản xuất để tiêu diệt các tác nhân gây bệnh (trong đó có vi bào tử trùng) trước khi đưa vào sử dụng.

– Đối với công cụ, dụng cụ, phương tiện vận chuyển, người ra vào trại: Phải có quy trình vệ sinh, khử trùng tiêu độc, bảo đảm hiệu quả khử trùng (bảo hộ, hố khử trùng, khử trùng định kỳ…).

– Khi phát hiện lô tôm giống dương tính với vi bào tử trùng, tiến hành thu mẫu tôm, thức ăn tươi sống để truy tìm nguồn bệnh và thực hiện tiêu hủy theo quy định. Khai báo với thú y cơ sở, cơ quan thú y của địa phương để được hướng dẫn triển khai các biện pháp phòng chống theo quy định.

– Xử lý ổ dịch phải đảm bảo: Toàn bộ dụng cụ, phương tiện chứa đựng,vận chuyển, bể nuôi… phải được khử trùng bằng chất sát trùng và phương pháp phù hợp; nước trong ao bệnh phải được xử lý bằng Chlorine nồng độ 30 ppm, ngâm trong 7 ngày trước khi xả ra ngoài môi trường; các chất cặn bã, bùn đáy ao… trong quá trình nuôi phải được thu gom và xử lý tại khu vực riêng (ngoài khu vực sản xuất).

Đào Duy Anh Vũ – Chi cục Thủy sản Bình Thuận

Virus gây bệnh Hemocyte tôm (SHIV)

Bệnh Học, Tôm Thẻ 15/01/2020

Virus gây tử vong nghiêm trọng ở tôm thẻ chân trắng Thái Bình Dương ở Trung Quốc

Các triệu chứng lâm sàng của L. vannamei đã thử thách với virut ánh kim tiềm năng so với các nhóm đối chứng. (a) Hình dạng bên ngoài của tôm. (b) Phần của gan tụy.

Một loại virut óng ánh mới được phát hiện gây bệnh nặng và tỷ lệ tử vong cao ở tôm thẻ chân trắng Thái Bình Dương ( Litopenaeus vannamei ) ở Chiết Giang, Trung Quốc, đã được xác minh và đặt tên tạm thời là virut óng ánh tôm (SHIV).

Các động vật bị ảnh hưởng trải qua các đợt chết hàng loạt và biểu hiện teo gan với màu nhạt dần, dạ dày trống rỗng và ruột và vỏ mềm. Kết quả xét nghiệm bằng kỹ thuật phản ứng chuỗi polymerase (PCR) cho thấy các mẫu âm tính với các loại virus tôm đã biết khác nhau, bao gồm WSSV, IHHNV, VPAHPND, YHV và TSV11.

Các triệu chứng lâm sàng của nhiễm trùng SHIV bao gồm mất màu nhẹ trên bề mặt và cắt gan tụy, dạ dày và ruột rỗng, vỏ mềm ở tôm bị nhiễm bệnh một phần và cơ thể hơi đỏ ở một phần ba cá nhân. Những triệu chứng này không giống với các triệu chứng do nhiễm iridovirus được cho là khác ở các loài tôm penaeid khác, tôm serestid hoặc tôm hùm nước ngọt.

Các phần mô học tiết lộ rằng căn bệnh này có thể là do nhiễm virus nghi ngờ với các triệu chứng gây bệnh rõ ràng, không phù hợp với đặc điểm mô bệnh học của nhiễm trùng với bất kỳ loại virus đã biết hoặc bệnh hoại tử gan cấp tính (AHPND). Sử dụng các công nghệ giải trình tự DNA thông lượng cao, chúng tôi đã xác định rằng một loại virut ánh kim tiềm năng có trong một mẫu và phân tích phát sinh gen của hai protein không hỗ trợ loại virut óng ánh này – được đặt tên tạm thời là virut óng ánh tôm (SHIV) đến bất kỳ chi được biết đến của họ Iridoviridae.

Thử thách và kiểm tra mô bệnh học

Chúng tôi đã tiến hành các thử nghiệm thử thách thông qua tiêm bắp xâm lấn hoặc chế độ không xâm lấn bao gồm nhiễm trùng ngược hoặc nhiễm trùng os có thể truyền thành công một tác nhân truyền nhiễm có thể lọc từ L. vannamei sang động vật khỏe mạnh và gây ra các triệu chứng lâm sàng và thay đổi bệnh lý tương tự, chứng minh rằng virus này là tác nhân gây bệnh.

Hình 1: Tỷ lệ tử vong tích lũy của L. vannamei trong nhiễm trùng thực nghiệm. Hai nhóm tôm đã được thử thách với dịch lọc chiết xuất mô bằng cách tiêm xen kẽ (im) hoặc rửa ngược hậu môn (rg). Một nhóm tôm khác đã được thử thách thông qua mỗi lần khử trùng (mỗi os). Các nhóm đối chứng được xử lý theo cách tương tự với PPB-Bộ đệm của anh ta trong nhóm im (c) và nhóm rg (c), hoặc được nuôi bằng thức ăn tôm trong nhóm trên mỗi os (c). Tỷ lệ tử vong tích lũy được hiển thị dưới dạng phương tiện dữ liệu từ ba lần lặp lại cho mỗi nhóm thử nghiệm (mỗi lần lặp lại bao gồm 30 cá nhân).

Phép lai tại chỗ (ISH) là một kỹ thuật phân tử cho thấy vị trí của các chuỗi axit nucleic cụ thể trong các mô hoặc trên nhiễm sắc thể – đây là giai đoạn quan trọng để hiểu quy định, tổ chức và chức năng của gen.

Hình 2: ISH sử dụng đầu dò digoxigenin có nhãn 279 bp đối với virut óng ánh tế bào máu tôm trên các phần mô học của L. vannamei. (a) – (d) mô tạo máu, mang, gan tụy và periopod trong mẫu dương tính SHIV, tương ứng; (e) – (h) mô tạo máu, mang, gan tụy và periopod trong mẫu âm tính SHIV, tương ứng. Trong (a) – (d), các tín hiệu màu xanh đã được quan sát thấy trong tế bào chất của các tế bào máu của mô tạo máu, mang, xoang của gan tụy và periopod. Trong (e) – (h), không thấy tín hiệu lai nào trên cùng các mô của L. vannamei âm tính SHIV ngoại trừ một số tín hiệu không đặc hiệu trên lớp biểu bì. Bar, lần lượt là 10 am (a và b), 20 m (c và d) và 50 m (eTHER h).

Kiểm tra mô bệnh học của các mô mẫu cho thấy các thể vùi basophilic và pyknosis trong mô tạo máu và tế bào máu trong mang, gan tụy, periopod và cơ. Sử dụng kỹ thuật giải trình tự metagenomics của virus (từ vật liệu di truyền được phục hồi trực tiếp từ các mẫu môi trường), chúng tôi đã thu được một phần trình tự mà chúng tôi hiểu là iridoviridae tiềm năng. Và các phân tích phát sinh học bằng cách sử dụng chuỗi axit amin của các protein chính đã tiết lộ rằng đây là một loại virut ánh kim mới nhưng không thuộc về năm chi được biết đến của Iridoviridae.

Hình 3: Đặc điểm mô bệnh học của Davidson’s acid-formalin-acetic acid (AFA) đã cố định mẫu L. vannameiin 20141215 (a, c, e và d). Mũi tên đen cho thấy các vùi basophilic trong khi mũi tên trắng cho thấy các hạt nhân karyopyride. (a) nhuộm Haematoxylin và eosin (H & E) của mô tạo máu; (b) nhuộm H & E của mang; (c) nhuộm H & E của xoang ở gan tụy và (d) nhuộm H & E của periopod. Thanh, 10 m.

Sau khi so sánh các đặc điểm hình thái, sinh lý và phát sinh của các mẫu của chúng tôi với các loại virut óng ánh khác, chúng tôi tạm thời gán tác nhân căn nguyên là virut ánh kim hemocyte tôm (SHIV), có thể gây ra bệnh virut hemocyte tôm (SHIVD). Chúng tôi đề xuất một chi mới của Iridoviridae, Xiairidovirus , có nghĩa là virut ánh kim tôm.

Quan điểm

Thông qua phân lập, tái nhiễm và đặc tính mô bệnh học, chúng tôi đã tiết lộ rằng SHIV là một loại vi-rút mới trong họ Iridoviridae và là mầm bệnh của L. vannamei . Chúng tôi đã phát triển thêm một xét nghiệm ISH và phương pháp PCR lồng nhau để phát hiện cụ thể SHIV.

Các kết quả nghiên cứu của chúng tôi nhấn mạnh sự cần thiết của các chuyên gia về sức khỏe động vật thủy sản và nông dân có kinh nghiệm trong ngành nuôi tôm để chú ý hơn đến SHIV và thực hiện các biện pháp hiệu quả hơn để ngăn chặn dịch bệnh và thiệt hại kinh tế do SHIV gây ra.

Nguồn : https://sinhhoctomvang.vn

Previous page 1 … 5 6 7 8 9 10 Next page

Nghiên cứu phát triển nuôi trồng thủy sản

Category Archives: Bệnh Học